很多人第一次做流式细胞术时，都会遇到一个问题：

抗体说明书推荐使用 5 μL/10? cells，我是不是直接照着加就可以了？

答案是：不建议。

厂家提供的推荐浓度可以作为实验起点，但真正适合你的工作浓度，还需要通过抗体滴定（Antibody Titration）来确定。

对于希望获得高质量流式数据的实验来说，抗体滴定并不是可有可无的步骤，而是提高实验重复性、降低背景、节约试剂成本的重要环节。

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抗体说明书上的推荐条件通常是在特定实验体系中验证得到，例如固定的细胞类型、细胞数量、染色体积、孵育时间以及流式仪器。

而实际实验中，这些条件往往都会发生变化。

例如：

• 不同来源的细胞，抗原表达水平可能完全不同；
• 染色体系可能从100 μL调整到200 μL；
• 多色Panel加入新的抗体后，补偿关系也会发生改变；
• 即使是同一克隆，更换不同荧光偶联物（FITC、PE、APC等），最佳工作浓度也可能不同。

因此，说明书提供的是推荐起始浓度（Starting Concentration），而不是所有实验都适用的最终答案。

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很多人认为，抗体多加一点信号会更强。

事实上并非如此。

当抗体浓度过高时，虽然荧光信号可能增加，但背景染色和非特异性结合也会同步增加，导致阴性群变宽、补偿压力增大，最终降低阳性群与阴性群之间的分辨能力。

相反，如果抗体浓度过低，目标抗原可能无法充分结合，尤其对于低表达抗原而言，弱阳性细胞容易被背景信号掩盖，甚至出现假阴性结果。

真正理想的浓度，并不是荧光最亮，而是在保证清晰分群的同时，以尽可能少的抗体获得最佳分辨率。

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评价抗体滴定结果时，实验室最常采用的指标之一是染色指数（Staining Index，SI）。

常见计算方式为：

SI =（阳性群 Median FI ? 阴性群 Median FI）÷（2 × 阴性群 SD）

其中，Median FI 表示中位荧光强度（Median Fluorescence Intensity）。

与单纯比较阳性信号不同，SI不仅考虑阳性群和阴性群之间的距离，同时也反映阴性群的离散程度，因此能够更客观地评价抗体的分辨能力。

实际分析时，并不一定追求SI的绝对最高值，而是通常选择达到SI平台期且抗体消耗更低的浓度，这样既能保证数据质量，也能降低实验成本。

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一个标准的滴定流程通常包括以下几个步骤：

首先，准备表达目标抗原且状态稳定的样本，保证各实验管的细胞数量一致。

随后，将抗体按照固定倍数连续稀释，例如1:2系列稀释，可设置1:50、1:100、1:200、1:400、1:800等多个浓度。

所有样本均按照未来正式实验完全相同的条件进行染色，包括孵育时间、温度、固定破膜方案以及洗涤步骤。

完成检测后，根据阳性细胞群和阴性参考群计算不同浓度下的SI，并绘制滴定曲线。

通常，当SI进入平台期时，即可选择其中抗体使用量最低的浓度作为最终工作浓度。

Example selection of optimal concentration of antibodies from titration data (doi: 10.1016/j.xpro.2022.101357)

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并不是所有实验都需要重新优化。

对于表达量极高、仅用于识别细胞亚群的经典标志物，例如CD3、CD4或CD8，如果实验体系长期保持一致，通常无需频繁重复滴定。

但以下情况建议重新进行优化：

• 更换新的抗体批号（Lot）或供应商；
• 更换荧光偶联物；
• 建立新的多色Panel；
• 更换细胞类型或组织来源；
• 目标抗原表达较低；
• 需要比较不同处理组之间的MFI变化，而不仅仅是区分阳性与阴性。

这些因素都有可能改变最佳工作浓度。

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如果实验对象包含单核细胞、巨噬细胞、树突状细胞或NK细胞等高表达Fc受体的细胞，建议在染色前进行Fc受体封闭，以减少非特异性结合。

对于细胞活率较低的样本，加入死活染料（Viability Dye）可以有效排除死细胞带来的背景信号，提高数据可靠性。

此外，无论扩大还是缩小染色体系，都应保持相同的最终抗体浓度和合理的抗体与细胞比例，避免因实验体系变化影响滴定结果。

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抗体滴定的目的，并不是让荧光信号越强越好，而是在当前实验条件下找到兼顾分辨率、背景信号和试剂消耗的最佳平衡点。

说明书上的推荐浓度只是实验起点，而不是固定答案。

花一点时间完成一次规范的抗体滴定，不仅能够获得更稳定、更可靠的流式数据，也能减少抗体浪费，为后续实验节省大量时间和成本。

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稳定、可靠的流式数据不仅依赖于合理的实验设计，同样离不开高质量抗体试剂。

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